Nella figura 22 sono mostrati solo i quattro domini che delineano la cavità, la cui superficie interna è caratterizzata da due bande di catene laterali costituite rispettivamente da quattro residui di fenilalanina, uno in posizione 656 della subunità S6 di ciascun monomero, e quattro di tirosina, uno in posizione 652 della subunità S6 di ciascun monomero. E' stato dimostrato che mutazioni dei residui appena citati in alanina portano ad una notevole diminuzione di sensibilità del canale al blocco normalmente instaurato da farmaci come terfenadina, cisapride e MK-499 e che mutazioni della valina in posizione 625, localizzata nelle vicinanze del filtro selettivo per gli ioni potassio, portano ad una diminuzione della sensibilità del canale nei confronti della molecola inibitoria MK-499. Questi risultati suggeriscono che per ogni molecola possono esistere più possibilità di interazione con hERG e alcuni siti di legame possono dunque essere ancora non noti.In linea di massima, le caratteristiche che determinano la sensibilità dell'hERG all'inibizione sono: la presenza della tirosina in 652 e della fenilalanina in 656 (negli altri canali del potassio, questi amminoacidi sono solitamente sostituiti con isoleucina e valina) la presenza di residui di isoleucina e glicina nelle immediate vicinanze della fenilalanina in 656 che riducono il volume del poro (negli altri canali sono invece presenti residui di prolina) Sulla base di queste osservazioni, sono state delineate le caratteristiche chimiche che una molecola deve avere per poter bloccare il flusso di ioni potassio all'interno del canale, occupando la cavità sopra descritta. L'inibitore deve possedere nella sua struttura: uno o due gruppi aromatici che permettano interazioni di tipo idrofobico o di tipo "π -stacking" con i residui di fenilalanina in 656 un atomo di azoto o equivalenti che consentano interazioni di tipo polare con i residui di tirosina in 652 Ci possono essere inoltre delle interazioni aggiuntive all'interno della cavità: i residui amminoacidici triptofano 623 e serina 624 (figura 22) appartenenti ai segmenti Questa nozione filogenetica è stata poi affiancata da una nozione biologica di omologia, fondata sull'identità dei meccanismi di sviluppo delle due strutture messe a confronto.In campo biologico si definisce omologia la presenza di amminoacidi identici in due sequenze polipeptidiche o la presenza di basi identiche in posizioni corrispondenti di due sequenze nucleotidiche dovuta ad una origine evolutiva comune.Le proteine omologhe sono proteine evoluzionisticamente correlate e di solito svolgono la stessa funzione in specie diverse. Confrontando sequenze proteiche in organismi diversi è possibile ricostruire passo dopo passo l'evoluzione delle proteine nel corso della filogenesi e capire come esse abbiano affinato le loro funzioni oppure come siano nate funzioni nuove da proteine ancestrali con funzioni diverse.  L'homology modeling sfrutta proteine la cui struttura è stata determinata sperimentalmente (templates) per predire la conformazione di altre proteine a struttura tridimensionale incognita che abbiano però una simile sequenza amminoacidica (target). Si parte dal presupposto che due proteine che presentino una identità del 30% circa o superiore nella sequenza amminoacidica molto probabilmente abbiano una struttura simile. Per identità inferiori a tale percentuale si può ricorrere ad altre strategie di predizione come il fold recognition oppure il metodo ab initio (figura 24).Figura 24 -Lo schema evidenzia a sinistra, la percentuale di identità di sequenza tra target e template, in centro, i metodi utilizzati nella predizione della struttura 3D del target, a destra, l'applicazione di tali metodi nel processo di drug discovery.Un parametro fondamentale valutato nell'homology modeling è la RMSD (Root Mean Square Deviation), cioè la distanza quadratica media tra gli atomi che costituiscono il target e il template, generalmente i carboni α, ma si può calcolare anche su tutti gli atomi. Minore è la RMSD, maggiore è la similarità strutturale tra le due proteine.Tutti gli attuali metodi di homology modeling sono caratterizzati dalle seguenti fasi (Figura 25), molte delle quali sfruttano banche dati o database dispnibili on-line(vedi par.4.3).[23]Identificazione della sequenza amminoacidica della proteina la cui struttura è incognita (target).Identificazione delle proteine omologhe a quella di partenza (templates), mediante il confronto della sequenza amminoacidica. In passato l'identificazione delle proteine da un database era abbastanza difficoltosa, a volte erano necessarie anche alcune ore di ricerca e il risultato finale spesso ne risentiva in sensibilità e in selettività. Oggi, sono state create procedure di ricerca molto più rapide ed Assegnamento della struttura tridimensionale alla proteina di partenza (costruzione del modello proteico per omologia) attraverso il trasferimento delle coordinate della proteina di riferimento alla proteina da modellare. Quando più di un template è scelto dalla banca dati, il relativo contributo alla struttura è determinato dal grado locale di omologia con la sequenza target. Le regioni del target di cui non si è ottenuta nessuna informazione strutturale dal template devono essere costruite: di solito queste sono regioni di loop. Esistono, per questo, database di loops come ArchDB. Anche per molte catene laterali possono non essere disponibili informazioni strutturali a partire dai templates. Si può ricorrere così alla consultazione di librerie di rotameri, cioè isomeri delle catene laterali con angoli di torsione adeguati alle torsioni del modello. Solitamente la scelta di un particolare rotamero relativo ad una specifica catena laterale è dettata da una tabella che tiene conto delle conformazioni più probabili. Tutti i rotameri permessi sono analizzati per vedere se sono accettabili utilizzando un van der Waals exclusion test. I favoriti vengono aggiunti al modello.Raffinamento strutturale, per rimuovere le tensioni interne risultanti dall'impacchettamento. Vengono utilizzati metodi di calcolo meccanico-molecolare che utilizzano campi di forza basati sull'energia potenziale. Tali campi sono più complessi di quelli utilizzati per le piccole molecole, occorrono quindi semplificazioni che, anche se portano a minor accuratezza, consentono tempi ridotti di calcolo. Il modello dell'atomo unito, ad esempio, consente di non presentare esplicitamente gli idrogeni non polari, ma di considerarli inclusi nella descrizione degli atomi pesanti ai quali sono legati; gli idrogeni polari sono invece trattati esplicitamente. GROMOS offre solo il modello dell'atomo unito, mentre AMBER comprende la rappresentazione con tutti gli atomi. Altra semplificazione è l'introduzione di una distanza limite per ridurre il consumo di tempo per il calcolo delle interazioni (considerate trascurabili) fra gli atomi più lontani di tale distanza. L'effetto del solvente può essere simulato dai campi di forza con l'introduzione di una costante dielettrica dipendente dalla distanza. Occorre fare una selezione del campo di forza da usare in base al particolare problema investigato. L'uso di più campi di forza all'interno dello stesso modello non è consigliabile. Alla fine gli atomi di una proteina non dovranno collidere e la proteina dovrà trovarsi nella condizione di minor energia possibile. Convalida del modello. Vengono utilizzati software disponibili on line come PROCHECK, WHATHIF per testare la qualità di impaccamento della proteina ottenuta per omologia, la sua accuratezza stereochimica e geometrica. Spesso si ricorre anche a simulazioni di dinamiche molecolari.Figura 25 -Fasi principali degli attuali metodi di homology modeling.