본 논문에서는 실험 동물 집단을 당뇨 집단, 당뇨 허혈 및 재관류 상해집단과 당뇨 운동전처치 허혈 및 재관류 상해집단으로 나누어 당뇨 심장의 허혈 및 재 관류 손상에 대한 생리적인 반응을 연구했다. 실험에서 당뇨를 일으키는 반응을 확인하고자 STZ를 주사한 뒤 48시간에서 72시간 사이 공복 상태에서 꼬리 정맥으로부터 혈액을 채취해 혈당 수준이 \( 300\mathrm{ml} / \mathrm{dl} \) 이상인 흰쥐를 사용했으며, 제시한 운동 프로그램을 실험에 맞게 수정해 적용하였다. 이후 실험체의 심박수, 정압, 관류량의 안정화를 확인한 뒤 허헐을 20분 동안 유지하고 40분 동안 재 관류를 진행하는 방법을 사용해 결과 생리적 변인을 측정하였다.
<h1>재료 및 방법</h1> <h2>실험 동물</h2> <p>이 연구에서 활용한 실험모델등물은 코아텍(KOATHCH) 실험동물센터에서 생산된 생후 6주령 된 Sprague- Dawley(SD)계 수컷 횐쥐 \( (280 \pm 4.38 \mathrm{~g}) \)로 구입 후 1주간 환경적응 기간과 1주간 운동적응 훈련을 거친 후 본 운동으로 6주간 지구성운동을 실시하였다. 실험 6주 동안 동일한 사육 조건(온도 \( 20 \pm 2^{\circ} \mathrm{C} \), 습도 \(45\%\), 주간전등: 07:00-19:00, 야간소등: 19:00-07:00)을 갖춘 H대학교 동물실에서 Guiding Principles for the Care and Use of Animal (1964)의 지침에 따라 케이지 당 2마리씩 넣어 사육하였으며 실험기간 동안 미국영양학회에서 발표된 AIN-76A 실험동물용 식이방법에 따라 제조된 사료 (5057-Purina)를 제공하였고 식이량과 수븐 섭취량은 제한 없이 공급하였다. 집단은 당뇨 집단(STZ, n-8), 당뇨 허혈/재관류 상해집단(STZ-IRI, n-8)과 당뇨 운동전처치 허혈/재관류 상해집단(STZ-EXE-IRI, n-8)으로 무선 배정하여 구분하였다.</p> <h2>당뇨 유도</h2> <p>환경 적응훈련 1주 중 본 실험에 틀어가기 3일 전에 체장의 \( \beta \) 세포만을 특이적으로 파괴시키는 STZ (streptozotocin mixed anomers, SO130-SIGMA, USA)을 \( 50 \mathrm{mg} / \mathrm{kg} \) 을 \( 10 \mathrm{mM} \) citrate acid buffer (\(\mathrm{pH} 4.5\))에 녹인 후 복강에 1희 주사하여 당뇨를 유도하였다. 당뇨 유발 확인은 STZ 주사 후 48시간-72시간 사이 공복상태에서 꼬리 정맥으로부터 혈액을 채혈하여 혈당 수준이 \( 300\mathrm{ml} / \mathrm{dl} \) 이상인 흰쥐를 사용하였다.</p> <h2>운동 방법</h2> <p>운동 프로그램은 [6]이 제시한 운동 프로그램을 본 실험에 맞게 수정하여 사용하였다. 먼저 트레트밀 사전 적응 훈련으로 설치류용 트레트밀(DJ2-242, Dual Treadmill-Dae-Jong machine, Korea)을 활용하여 분당 \( 15 \mathrm{~m} \) 속도로 1일 10분간 5일간 트레드밀 런닝을 실시하였으며 본 운동 시 운동방법은 6주간, 주 5일, 1일, 60분 운등량으로 분당 \( 25 \mathrm{~m} \) 속도로 10분, 분당 \( 28 \mathrm{~m} \) 속도로 40분, 마지막 분당 \( 20 \mathrm{~m} \) 속도로 10분간 실시하였다.</p> <h2>허혈/재 관류</h2> <p>당뇨 심장의 허혈/재 관류 손상에 대한 생리적인 반응을 연구하고자 STZ-IRI와 STZ-EXE-IRI의 경우, pentoberbital (50 \( \mathrm{mg} / \mathrm{kg}) \) 로 마취시킨 후 헤파런 \( (1,000 \mathrm{U} / \mathrm{kg} \) i.v. \( ) \) 을 투여하여[35] 의 방법에 따라 심장을 적출한 후 기관(trachea)에 도관 (cannula (PE 240))를 삽입하고 설치류 호흡계(rodent ven-tilator)를 활용해 인공 호흡시켜 in situ 상태에서 대동맥 Can nula틀 통한 역행성 관류 하에 Langendorff perfusion system에 재빨리 매달았다. 그 후 좌심실 압 측정을 위해 압력 변압기(pressure transducer, Power lab AD Ins, Australia)에 연결된 cannula transducer의 고무풍선에 생리식염수틀 채우고 금속 cannula틀 폐정맥을 통해 좌심실에 삽입시켜 좌심실 압력(left ventricular developed pressure)은 \(8-10 \mathrm{mmHg}\)로 주고 생리적(고유의) 압력(physiological pressure (model, MLT 844, AD Ins}) 를 이용해 정압 관류 (\(75 - 80 \mathrm{mmHg}\))하여 15분 이내 안정화되는 심장만을 사용하였다. 심장을 Langendorff perfu-sion system (Power lab AD Ins, Australia)에 고정하는 순간부터 실험을 실시하는 전체 과정 동안 생리식염수가 담긴 원형수조에 심장이 충분히 잠기게(약 \( 1 \mathrm{~cm} \) )한 후 온도가 \( 38 \pm 0.5^{\circ} \mathrm{C} \) 로 철저히 유지되도록 하여 심장을 in vitro 상태에서 안정화시켜 정상적으로 심장의 기능을 발휘할 수 있도록 modified Krebs- Henseleit bicarbonate buffer (\(\mathrm{mM}\): \( \mathrm{NaCl} \), 110; KCl, 4.7;\( \mathrm{MgSO}_{4}\), 1.2 ; \(\mathrm{KH}_{2} \mathrm{PO}_{4}\), 1.2 ;\(\mathrm{NaHCO}_{3}\), 25 ; \(\mathrm{CaCl}_{2} \), 3.2; glucose, 11; Na-EDTA, 0.5)를 활용하며 실험을 진행하는 동안 \( \mathrm{O}_{2} 95 \%, \mathrm{CO}_{2} 5 \% \) 의 혼합가스를 심장에 지속적으로 공급 해 주어 \( \mathrm{pH} \) 를 7.4로 유지시켰다. 이후 심박수, 정압(constant pressure), 관류량(flow rate, \( \mathrm{ml} / \mathrm{min} \) )이 안정화가 되었을 때 인위적인 허헐을 20분간 유도한 후 40분간 재 관류를 통하여 생리적 변인들을 측정하였다. 실험 프로토콜은 Fig. 1과 같다.</p>